Глава 2

Морфодина мические характеристики первичных половых клеток в эмбриогенезе сиговых рыб

2.1. Формирование линии половых клеток рыб в эмбриональный и ранний постэмбриональный периоды

Для всех Metazoa характерны два основных пути формирования линии половых клеток: в случае «преформации» будущие половые клетки развиваются из материала т.н. «зародышевой плазмы», определяемой в зиготе или на ранних стадиях дробления; в ходе «эпигенеза» происходит индукция полипотентных клеток и реализация в них программы линии половых клеток [Extavour, Akam, 2003; Seydoux, Braun, 2006; Кожухарь, 2011а].

При развитии клеток половой линии по пути преформации гонобласт (половой зачаток) формируется бластомерами, в которые при дроблении попала зародышевая плазма, и превращаются в ППК (некоторые черви, низшие ракообразные, насекомые, бесхвостые амфибии). В случае развития линии половых клеток по пути эпигенеза в зиготе и бластомерах половые детерминанты отсутствуют и ППК обособляются на сравнительно более поздних стадиях. Вступление тотипотентных клеток зародыша на путь развития половой линии обеспечивается специфическими сигнальными молекулами, вызывающими необходимое программирование клеток [Кожухарь, 2011а]. По всей видимости, у большинства изученных многоклеточных животных имеют место оба эти процесса, но у разных видов доля их участия в формировании половых клеток различна.
Для полноценного представления о характере формирования линии половых клеток у низших позвоночных, к которым относятся рыбы, очевидно, следует рассмотреть его особенности у разных таксонов животных — от примитивных до высокоорганизованных. Так, у колониальных асцидий (Tunicata, Chordata) стволовые клетки развиваются как в половые, так и в соматические [Stoner et al., 1999].

То же отмечено и у паразитических корнеголовых ракообразных (Rhizocephala, Crustacea) [Исаева, 2008]. В.В. Исаева с соавторами [2009], опираясь на литературные и собственные данные, предполагают у размножающихся бесполым путем животных общую структурную и функциональную организацию стволовых резервных клеток и клеток половой линии.

Ряд исследователей считают, что потенциал тотипотентности поддерживается клетками женской половой линии [Weissman, 2000; Seydoux, Braun, 2006; Dosch, 2015]. Так, например, при исследовании линии половых клеток у мышей было выдвинуто [Zwaka, Thomson, 2005] предположение, что эмбриональные стволовые (ES), эмбриональные половые (EG) и клетки эмбриональной карциномы (ЕС) представляют семейство связанных плюрипотентных клеточных линий, чьи общие свойства отражают общее происхождение от зародышевых клеток. Основанием этого утверждения может являться то, что по крайней мере некоторые специфичные гены, экспрессирующиеся ES клетками, а не примитивными клетками экто16
дермы, необходимы для долгосрочного поддержания плюрипотентного состояния. Другие исследователи [Hogan, 2001; Smith, 2006] клетки половой линии также относят к плюрипотентным.
«ППК появляются еще до полного развития зародышевых листков, не принадлежат ни к одному из них, а являются потомками эмбриональных плюрипотентных клеток, лишь присутствуя в данный момент в составе того или иного зародышевого листка» [Кожухарь, 2011а, стр. 213]. С этой точкой зрения не согласна В.В. Исаева с соавторами [2009]. По их мнению, возможность дифференцировки эмбриональных стволовых клеток (ЭСК) в женские половые клетки [Hubner et al., 2003; Daley, 2007; Kerkis et al., 2007] свидетельствует о тотипотентности последних «… вне зависимости от широты спектра их соматических производных» [Исаева и др., 2009, стр. 85].
Зародышевая плазма (germ plasm). В настоящее время «зародышевая плазма» рассматривается как участок яйцеклетки, содержащий специфические факторы — половые детерминанты, определяющие развитие половых клеток [Eddy, 1975; Айзенштадт, 1984; Yoon et al., 1997; Braat et al., 1999; Reunov et al., 2000; Исаева, Реунов, 2001; Реунов и др., 2004; Miyake et al., 2006; Ахмадиева, 2008; Исаева и др., 2009.]. Они представлены фибриллярно-гранулярным и гранулярным материалом, называемым у различных животных полярными или герминальными гранулами, хроматоидными, перинуклеарными или плотными телами, nuage (облако- фр.), интермитохондриальным цементом [Eddy, 1975; Айзенштадт, 1984; Ikenishi, 1998; Saffman, Lasko, 1999; Houston, King, 2000; Исаева, Реунов, 2001; Matova, Cooley, 2001].
На материале оогониальных клеток планарий, иглокожих и рыб впервые получены морфологические доказательства участия митохондрий в происхождении герминальных тел зародышевой плазмы [Reunov et al., 2000; Реунов и др., 2004, 2005; Александрова, 2005]. Полученные исследователями ультраструктурные данные свидетельствуют о преобразовании матрикса митохондрий с кристами внутренней мембраны в специфический гранулярно-фибриллярный материал герминальных гранул морского ежа Anthocidaris crassipina, трепанга Apostichopus japonicus и камбалы Pleuronectes asper. Авторы допускают, что этот процесс является универсальным способом освобождения и транспорта мтРНК и других продуктов митохондриального генома в цитоплазму клеток герминативного пути с последующим включением митохондриальных производных в состав зародышевых детерминантов половой плазмы. Эти работы подтверждают ранее выдвинутую гипотезу [Исаева, Реунов, 2001] об участии митохондрий в происхождении зародышевых детерминантов и присутствии в зародышевой плазме структур митохондриального происхождения, которые совместно с продуктами ядерного генома обеспечивают воспроизведение и функционирование макромолекулярного комплекса детерминантов клеток половой линии, а также стволовых клеток.
Вышеизложенное позволяет считать, что у представителей разных таксонов животного мира выявлен эволюционный консерватизм морфофункциональной организации тотипотентных стволовых клеток [Исаева и др., 2007]. Это также свидетельствует об эволюционном консерватизме и механизмов, поддерживающих структурную организацию и функциональную активность детерминантов зародышевой плазмы в линии эмбриональных стволовых и половых клеток [Исаева, 2008; Исаева и др., 2009].
Состав зародышевой плазмы. В составе герминальных гранул зародышевой плазмы у многих животных, в т.ч. рыб — полосатого данио Danio rerio, медаки Oryzias latipes и др. — найден белковый продукт гена Vasa или его гомологов: РНК-хеликаза — один из ключевых детерминантов линии половых клеток [Yoon et al., 1997; Braat et al., 1999; Shinomiya et al., 2000; Tsunekawa et al., 2000; Herpin et al., 2007; Ахмадиева, 2008; Yuan et al., 2014]. Белок Vasa, митохондриальная рРНК и другие продукты митохондриального генома включены в формирование линии половых клеток различных Metazoa — от низших беспозвоночных до высших амниот [Watanabe et al., 1992; Ding, Lipshitz, 1993; Ikenishi, 1998; Saffman, Lasko, 1999; Kloc et al., 2000; Reunov et al., 2000; Houston, King, 2000; Raz, 2000; Matova, Cooley, 2001; Mochizuki et al., 2001; Leatherman, Jongens, 2003; Реунов и др., 2004, 2005; Берекеля и др., 2005; Seydoux, Braun, 2006; Кленов и др., 2007]. Так, у данио рерио по наличию Vasa мРНК можно установить, что предшественники линии половых клеток обособлялись от соматических клеток при завершении дробления, и их потомков возможно проследить в течение всего эмбриогенеза [Nagai et al., 2001]. А у золотой рыбки Carassius auratus выявлено [Otani et al., 2002] два Vasa-сигнала вдоль борозды первого деления дробления.
Поскольку транскрипты генов Vasa, Dead end, Nanos1 и др., выявленные у всех исследованных беспозвоночных и позвоночных животных, локализованы в герминальных гранулах клеток половой линии, это свидетельствует о консерватизме клеточных и молекулярных механизмов формирования и поддержания зародышевой плазмы [Исаева, 2008].
Считается, что гранулы зародышевой плазмы, содержащие РНК и РНК-связывающие белки, выполняют функции локализации, защиты и контроля трансляции матричных РНК [Ехtavour, Akam, 2003; Seydoux, Braun, 2006]. Предполагается, что герминальные гранулы функционируют как молекулярный регуляторный центр, предотвращающий экспрессию генов соматической дифференцировки и поддерживающий «тотипотентность генома» клеток половой линии; продукты специфичных для половой линии генов Vasa и Nanos, выявленные в половых гранулах, участвуют в положительной обратной связи для регуляции их собственной экспрессии и экспрессии других генов линии половых клеток [Seydoux, Braun, 2006; Extavour, 2007]. Показано, что гомологи гена Vasa у животных экспрессируются в половых клетках на протяжении всего развития — от раннего эмбриона и в течение гаметогенеза [Raz, 2000; Mochizuki et al., 2001; Sunanaga et al., 2006; Draper et al., 2007]. Установлено также, что митохондриальная рибосомная 16S РНК локализована в ядрах сперматогониев, сперматоцитов и сперматид млекопитающих [Villegas et al., 2002]. Выявлен транспорт большой и малой субъединиц рРНК из митохондрий в герминальные гранулы [Ding, Lipshitz, 1993]. Предполагается, что существует перенос молекулярных компонентов герминальных гранул в ядро, что обеспечивает поддержание тотипотентности и функционирование молекулярных информационных потоков, связывающих ядро, митохондрии и герминальные гранулы [Isaeva et al., 2005, цит.: Исаева и др., 2009].
Исследователями показано, что у данио рибонуклеопротеиды (РНП) в виде диспергированных молекул передаются в течение оогенеза, а после оплодотворения они мультимеризуются и начинают функционировать в качестве крупных агрегатов в бороздах первого и второго клеточных циклов; количество накопленных зародышевой плазмой РНП после каждого клеточного цикла сокращается вдвое [Eno, Pelegri, 2013].
Цитохимическим маркером первичных половых клеток млекопитающих является высокий уровень активности щелочной фосфатазы [Райцина, 1982; Ginsburg et al., 1990]. Высокая активность этого фермента (участвует в транспорте фосфора через клеточную мембрану и является показателем фосфорно-кальциевого обмена) обнаружена также в ППК птиц и в культивируемых эмбриональных стволовых клетках птиц [Pain et al., 1996] и рыб [Hong et al., 1998]. Щелочная фосфатаза была выявлена также в стволовых клетках беспозвоночных [Исаева и др., 2003; Shukalyuk et al., 2005], что указывает на универсальность и видоспецифичность этого маркера стволовых клеток.
Отличие половых клеток от соматических состоит в тотипотентности половых [Бунур, 1968; Айзенштадт, 1984; Wylie, 1999; Исаева и др., 2009], начало которым дают бластомеры, попадающие при дроблении в зону зародышевой плазмы, детерминирующей развитие в герминативном направлении [Eddy, 1975; Ijiri, Egami, 1975; Braat et al., 1999; Исаева, Реунов, 2001]. Так, в раннем эмбриогенезе золотой рыбки и данио рерио специфичные для половой линии РНК транскрипты Vasa, Dead end, Nanos1 и Dazl локализуются в периферическом отделе первой и второй борозд дробления, где они формируют компоненты половой плазмы. Эти компоненты распределены на периферии перекрестных участков, расположение в которых поддерживается в течение ранних стадий дробления [Otani et al., 2002; Theusch et al., 2006]. Восемь Vasa сигналов были обнаружены в период от 8-клеточной стадии до стадии 512 клеток. Почти все Vasa-положительные клетки были обнаружены в нижней части бластодермы, преимущественно в мезоэнтодермальной области; в течение гаструляции они перемещаются в направлении спинной стороны эмбриона. При завершении эпиболии Vasa-положительные клетки характеризовались широким распределением вдоль оси зародыша. В течение периода сегментации почти все они наблюдались на уровне первого сомита, но некоторые локализовались в области будущего слухового пузырька зародыша [Otani et al., 2002].
У белого бычка Leucopsarion petersii (Gobiidae), начиная со стадии 4-6 бластомеров, в детерминации линии половых клеток принимают участие транскрипты гена Shiro-uo vasa [Miyake et al., 2006]. Экспрессия гена Nanos у медаки маркирует герминативную линию на стадии ранней гаструлы, а удаление транскриптов этого гена приводит к снижению числа ППК [Kurokawa et al., 2006].
В последние годы интерес исследователей обращается к функции отдельных компонентов зародышевой плазмы. Было установлено [Wiszniak et al., 2011], что у эмбрионов данио член семьи Hu РНК-связывающих белков, HuB, передается по материнской линии и специфически экспрессируется в линии половых клеток во время эмбриогенеза. Рестрикция HuB мРНК в половых клетках зависит от количества элементов последовательности в его 3'UTR (некодирующей части), которые способны вести к деградации мРНК в соматических и стабилизировать ее в половых клетках. Авторами показано, что специфический РНК-связывающий белок половых клеток Dazl способен стабилизировать HuB мРНК и транслироваться в половых клетках.
Морфология первичных гоноцитов у рыб. Точность сведений о происхождении половых клеток во многом зависит от критериев, которые используют авторы для их выявления. Как правило, многие исследователи распознают первичные гоноциты по характерным цитологическим признакам. Отмечалось [Исаева и др., 2009], что морфофункциональная организация первичных половых и гониальных клеток всех исследованных представителей многоклеточных животных имеет те же черты, что и стволовые резервные клетки: высокое ядерно-цитоплазматическое отношение, крупное ядро с диффузным хроматином и большим ядрышком, базофильная цитоплазма, включающая герминальные гранулы.
У рыб исследование морфологических преобразований ППК проводилось на осетровых, лососёвых, сиговых, карповых и представителях других семейств [Персов, 1959, 1966, 1975; Леманова, 1965; Рязанцева, Сакун, 1980; Hamaguchi, 1982; Захарова, 1984; Селюков, 1985; Timmermans, Taverne, 1989; Белоусов, 1991; Божкова и др., 1993; Чмилевский, Иосифова, 1999; Матишов и др., 2010].
Описание морфологии ППК периода миграции в эмбриогенезе тихоокеанских лососей — кеты Oncorhynchus keta, горбуши O. gorbuscha, нерки O. nerka, кижуча O. kisutch и симы O. masou — проведено Г.М.Персовым [1966]. У 8 представителей семейства сиговых — чудского сига Coregonus lavaretus maraenoides, сига-лудоги C. lavaretus ludoga, пыжьяна C. lavaretus pidschian, озерной и речной пеляди C. peled, байкальского омуля C. migratorius, тугуна C. tugun, чира C. nasus и муксуна C. muksun, были проанализированы особенности морфологии, динамики количества и характера распределения ППК, ядерно-цитоплазматическое отношение, число ядрышек и характер пролиферации этих клеток в эмбриональный и ранний постэмбриональный периоды [Леманова, 1965; Селюков, 1985, 1989; Мостовская, Полякова, 1986; Белоусов, 1991; Захарова, 1997; Селюков и др., 2000, 2008 б, 2010 а, б; Бондаренко, 2003; Беспоместных, 2007]. При установлении внутриродовых различий предличинок сиговых рыб р. Coregonus на этапе вылупления [Селюков и др., 1988] в качестве критериев морфофункционального состояния ППК рассматривали размеры клеток и ядер, ядерно-цитоплазматическое отношение, количество и диаметр ядрышек. Видоспецифичность при формировании гонад у сиговых рыб в этот период отчетливо проявлялась в степени варьирования количества первичных гоноцитов в области зачатков гонад, числе ядрышек, объёме цитоплазматических включений и возрастала в ряду: пелядь — сиг-пыжьян — муксун — чир.
Детально исследовано формирование линии половых клеток у таких экспериментальных объектов как данио рерио, медака, вьюн Misgurnus anguillicaudatus и других [Hamaguchi, 1982, 1987; Yoon et al., 1997; Braat et al., 1999; Shinomiya et al., 2000; Nagai et al., 2001; Otani et al., 2002; Fujimoto et al., 2006; Herpin et al., 2007; Lewis et al., 2008].
Обобщение характерных признаков ППК [Extavour, 2007] позволило заключить, что первичные гоноциты могут почти всегда отчетливо отличаться от соматических по одному или комбинации следующих четырех критериев: 1) характерная морфология при проходящем свете, включая смещённое в сторону цитоплазмы ядерно-цитоплазматическое отношение, округлые ядра с видимым ядрышком и диффузным хроматином, гранулярные цитоплазматические включения, обычно локализованные в перинуклеарной цитоплазме и связанные с ядерными порами; 2) электронно-плотные цитоплазматические гранулы; 3) высокий уровень активности щелочной фосфатазы; 4) локализация мРНК или белковых продуктов генов, специфичных для зародышевых клеток, особенно продуктов семейства генов Vasa и Nanos.
Полиморфноядерность половых клеток. В процессе миграции первичных половых клеток к зачаткам гонад их ядра характеризуются различной конфигурацией — от округлой до многолопастной, что позволило ещё Нуссбауму [Нуссбаум, 1902, цит.: Сакун, 1964] их обозначить как полиморфные. Именно такие ядра он связывал с начальными этапами амитотического деления. Другой точки зрения придерживались Бои [Böhi, 1904, цит.: Персов, 1975], Эссенберг [Essenberg, 1923], Мур [Moore, 1937], Персов [1959, 1975], Сакун [1964] и другие исследователи. Они объясняли это явление особым физиологическим состоянием ППК, поскольку многолопастность увеличивает поверхность ядра, что вызывает возрастание ядерно-цитоплазматического обмена.
Перечисленные авторы отмечали определенную последовательность в их появлении: первоначально преобладают ППК с полиморфными ядрами, которые постепенно исчезают, и при переходе к митозам все первичные гоноциты приобретают округлую форму. Округлой формой ППК осетровых и костистых рыб обладают в период миграции и особенно концентрации в области половых зачатков. Однако такая последовательность у разных видов осетровых рыб нередко нарушается, что позволяет сомневаться в предложенном объяснении этого явления [Персов, 1975]. Так, Сакун [1964] у личинок сырти Vimba vimba отмечала округлую форму ядер ППК, мигрирующих в область закладки половых желёз; у личинок старшего возраста ядра гоноцитов, завершивших миграцию и концентрирующихся в зачатке гонад, были полиморфны, и при этом отмечались амитозы.
Однако до сих пор не получены окончательные выводы относительно причин полиморфноядерности ППК, т.к. в разных работах приводится то одна, то другая версия. В исследованиях, проведенных на эмбрионах и ранних личинках сиговых рыб [Селюков и др., 2000, 2008 б; Беспоместных, 2007; Selyukov et al., 2008; Селюков и др., 2010 а, б], нами показано увеличение количества первичных гоноцитов у мук20
суна, тугуна, чира, в меньшей степени — пыжьяна и значительно реже — пеляди. Установлено также возрастание ядерного полиморфизма с одновременным нарастанием многоядерности ППК, сменявшееся увеличением числа первичных гоноцитов округлой формы. Эти процессы обычно завершались к моменту вылупления, а у тугуна и муксуна ППК в составе отдельных групп фиксировались и в постэмбриональный период.
Клеточная пролиферация. Дискуссионные аспекты. Ключевыми аспектами биологии развития являются характер и тип пролиферации клеток, причины и направления клеточной дифференцировки в составе различных зачатков зародыша. Еще сравнительно недавно способами размножения клеток считались непрямое (митоз) деление и прямое (амитоз) — с некоторыми его разновидностями [Алов и др., 1969]. Некогда после громких дискуссий и ряда печатных публикаций [Каролинская, 1952; Ревуцкая, 1952] у исследователей сложилось определенное мнение относительно способов завершения митотического цикла: обычный митоз, результатом которого является образование двух дочерних клеток, равноценных между собой и идентичных материнской; эндомитоз — скрытый митоз, приводящий к полиплоидизации ядер; амитоз — прямое деление ядер после предшествующей редупликации в них ДНК [Клишов, 1984].
Для понимания явления, с которым нам пришлось столкнуться в процессе исследования раннего гаметогенеза сиговых рыб, вкратце опишем историю проблемы.
В процессе прямого деления, названного амитозом, ядрышко, а затем ядро вытягиваются и перешнуровываются [Flemming, 1882, цит.: Иванова, 1982]. При этом ядро делится на равные или неравные части, а в ряде случаев фрагментируется на несколько мелких и неодинаковых ядер. Деление ядра может сопровождаться или не сопровождаться цитотомией, вследствие чего образуется одна или несколько многоядерных клеток.
На протяжении последних 130 лет отношение к амитозу существенно изменялось. Одно время его считали патологической формой деления, свойственной лишь стареющим клеткам, или относили к более примитивной форме клеточной пролиферации, свойственной эмбриональным клеткам. Наоборот, первичной формой размножения, как в онтогенезе, так и в филогенезе рассматривали митоз, тогда как амитоз появлялся в некоторых специализированных клетках и не приводил к их выключению из специфического функционирования [Кнорре, 1959]. Под амитозом ряд авторов [Кацнельсон, Кнорре, 1962] ранее понимали такую форму клеточного деления, которая не связана с редупликацией хромосом и кратным увеличением количества ДНК в материнском ядре.
З.С. Кацнельсон и А.Г. Кнорре [1962] отмечали, что амитотическое деление не является показателем патологического состояния клетки, т.к. амитотические и митотические изменения одного и того же ядра могут возникать параллельно, а при совмещении этих разнородных процессов один из них прерывается. Однако в отношении половых клеток и ранних бластомеров зародыша утверждалось [Кацнельсон и Кнорре, 1962; Михайлов, 1968], что они всегда делятся митотически; амитотическое деление ядер является следствием патологии, а наблюдавшиеся картины амитозов в яйцеклетках некоторых животных неверно интерпретированы. Это подтверждалось, например, при оценке гаметогенеза сибирского осетра Acipenser baerii из естественных условий и при тепловодном разведении [Акимова, 1985], а также при развитии в экстремальных условиях. Так, в изменённых условиях обитания в яичниках сибирского осетра ленской популяции часто встречались амитозы превителлогенных ооцитов. Появление амитозов половых клеток осетровых совпадает по времени с возрастанием частоты встречаемости других нарушений гаметогенеза. Амитозы ооцитов периода цитоплазматического роста отмечались у сибирского осетра из рек Колыма и Енисей [Акимова, Рубан, 1996; Рубан, 1999; Акимова, Рубан, 2009].
Однако другие исследователи склонны рассматривать амитоз в качестве видовой адаптивной реакции, а не как патологию. Выявленные многоядерные ооциты и их амитозы у русского осетра A. gueldenstaedtii, белуги Huso huso и севрюги A. stellatus в Каспийском море, по мнению А.А. Романова с соавторами [1990], являются одним из первых проявлений защитных реакций организма для сохранения вида путем увеличения числа половых клеток в ответ на ухудшение условий обитания.
Такие противоположные утверждения относительно амитотической пролиферации в целом и половых клеток, в частности, в биологической литературе нередки.
И.А. Аловым с соавторами [1969] была предложена классификация амитозов, в соответствии с которой выделены генеративный и реактивный амитозы, а также дегенеративная форма амитоза.
Генеративный амитоз наблюдается при делении специализированных высокополиплоидных клеток, образующихся вследствие эндомитотической редупликации хромосом (после удвоения ДНК ядерная оболочка не исчезает, а образуется полиплоидная клетка). В этом случае амитоз является последней стадией эндомитоза, и часто завершается цитотомией. При таком делении генетическая полноценность образовавшихся ядер различна: в одних случаях (печень, эпидермис) ДНК разделяется между дочерними ядрами более или менее равномерно, тогда как в других образовавшиеся амитотическим путем ядра содержат разное количество ДНК [Бродский, 1966]. Как отмечали И.А. Алов с соавторами [1969], описанная в ряде исследований возможность наступления после амитоза митотического деления относится только к генеративной форме.
Реактивный амитоз наблюдается при различных повреждающих воздействиях и нарушениях обменных процессов, обычно не завершается цитотомией и приводит к образованию многоядерных клеток. Его следует рассматривать как компенсаторную реакцию, приводящую к увеличению поверхности ядерно-цитоплазматического обмена. Так, в патологически измененном мезотелии вслед за амитотическим делением ядер отмечалось образование либо многоядерных клеток (если делится только ядро) и многоклеточных комплексов (если клетка разделяется не полностью), либо увеличение общего числа клеток в случае их полного разделения [Ревуцкая, 1952].
Дегенеративная форма амитоза возникает в стареющих, дегенерирующих клетках, и часто представлена фрагментацией и почкованием ядер. Дегенеративная форма амитоза не связана с синтезом ДНК, и ее появление служит одним из признаков начинающегося апоптоза.
Полученные с применением ряда цитологических методик данные позволили установить регенерацию мезотелия париетальной брюшины взрослых мышей за счет амитотической пролиферации [Иванова 1982, 1984]. По данным цитофотометрии, в 96 % клеток количество ДНК составляло 2С; материнские и дочерние клетки по ряду морфофункциональных показателей не различались, и после серии амитозов вступали в митоз. Отсутствие радиоактивной метки (3H-тимидин) в основной массе двухъядерных клеток, большая площадь амитотически перешнуровывающихся ядер и сумма площадей проекции обоих ядер в двухъядерной клетке свидетельствовали о том, что они возникают из полиплоидных одноядерных клеток [Иванова, 1984]. Исследователь рассматривала появление многоядерных клеток, которые не выключаются из выполнения специфической функции, следствием более экономного способа жизнедеятельности ткани в постэмбриональный период гистогенеза. Отмечалось также [Зыбина, 1980, цит.: Иванова, 1982], что в ядрах трофобласта мыши при полном отсутствии митозов наблюдается накопление ДНК, после чего эти высокоплоидные ядра плаценты фрагментируются на ряд мелких ядер, нередко содержащих диплоидный набор хромосом. В исследованиях
В.Я. Бродского и И.В. Урываевой [1981] полиплоидные клетки наиболее часто отмечались в местах с высоким уровнем хромосомных повреждений и рассматривались авторами как фактор генетической защиты ткани.
Тем не менее, в настоящее время амитотическая пролиферация в качестве самостоятельного клеточного деления нормальных соматических или половых клеток отрицается. Рассматриваемый ранее в качестве генеративной формы амитоза способ клеточного деления можно считать незавершенным митозом, который сменяется полноценной версией этого типа.
Пролиферация стволовых (герминативных стволовых) клеток. Согласно современным представлениям, существенной особенностью биологии стволовых клеток является асимметричное деление [Терских и др., 2007 б, 2009], основная задача которого состоит в сохранении ДНК неповрежденной, т.к. при таком делении одна дочерняя клетка сохраняет свойства стволовой, а другая дифференцируется. Показано, что асимметричное деление в стволовых клетках обеспечивает защиту генома и предохраняет ДНК от ошибок репликации и опухолевой трансформации [Shinin et al., 2006, цит.: Терских и др., 2007 б]. Уникальная асимметрия позволяет стволовой клетке самокопироваться и одновременно производить многочисленные дифференцированные клетки. Асимметрию деления стволовой клетки (напр., нейробластов дрозофилы) определяет группа белков, локализованных в апикальном кортексе [Lin, 2008]. Автором было отмечено, что в основе механизма асимметричного деления стволовой клетки лежит асимметричное свойство центросом. Материнская и дочерняя центросомы различаются размерами, молекулярным составом, способностью организовывать локализацию мРНК и других детерминантов. Им был сделан вывод, что уникальные свойства стволовых клеток — это в большей степени результат уникальной комбинации общих клеточных механизмов, а не следствие функционирования каких-то определенных молекул стволовой клетки. Еще одним механизмом асимметричного деления клеток может быть асимметричное расширение мембраны на основе асимметричной локализации миозина и кортикальной коррекции этого процесса [Roubinet,Cabernard, 2014].
Нарушение же асимметричного деления герминативных стволовых клеток и беспорядочное их накопление вызывается мутациями генов Apc1 и Aрс2, являющихся супрессорами опухолевого роста [Yamashita et al., 2003, цит.: Терских и др., 2009]. Стволовые клетки функционируют в нишах (тканевые клетки и внеклеточный матрикс), которые создают асимметричное микроокружение и контролируют пролиферацию и дифференциацию стволовых клеток путем интеграции сигналов, поступающих от соседних клеток, организма и из окружающей среды [Терских и др., 2007 а; 2009].
Группа американских исследователей [Tran et al., 2012] в экспериментах со стволовыми клетками зародышевой линии самцов дрозофилы, используя мечение GFP-, RFP-красителями молекул гистонов, выявила механизм сохранения тотипотентности. Было продемонстрировано, что во время предшествующей делению репликации хромосом одна из дочерних хроматид получает старые гистоны, другая – новые. В ходе асимметричного деления в дочернюю стволовую клетку попадают хроматиды со старыми гистонами, а в дифференцирующуюся — с новыми. «Старые» молекулы гистона, как считают авторы, несут на себе эпигенетические метки (рисунок метилирования или ацетилирования), определяющие идентичность стволовой клетки. Оставляя эти молекулы, стволовые клетки сохраняют необходимую им эпигенетическую информацию.
Таким образом, эволюционно и онтогенетически родственные тотипотентные эмбриональные, первичные половые и стволовые клетки относятся к популяциям резервных клеток, сохраняющих неограниченный морфогенетический потенциал и способных к реализации полной программы развития [Donovan, 1998; Hogan, 2001; Гривенников, 2008; Solana 2013].